الكائنات الحية الدقيقة القاعية

Sampling the meiobenthos is dependent upon the environment and whether quantitative or qualitative samples are required. In the sedimentary environment, the methodology used also depends on the physical morphology of the sediment. For qualititative sampling within the littoral zone, for both coarse and fine sediment, a bucket and spade will work. In the sub-littoral and deep water, some form of grab (like the Van Veen grab sampler) is required, although a fine mesh (about 0.25 mm or less) would work also.

For the quantitative sampling of sedimentary environments at all depths, a wide variety of samplers have been devised. The simplest is a plastic syringe with the end cut off to form a piston corer which can be deployed in the littoral zone, or in the sub-littoral using SCUBA gear. Generally the deeper the water, the more complicated the sampling process becomes. For sampling the meiofauna on hard substrates or phytal or epizootic environments, the only practical methodology is to cut or scrape off a known area of the substrate and place it in a plastic bag.

There are a wide variety of methods for extracting meiofauna from the samples of their habitat depending upon whether live or fixed specimens are required. For extracting live meiofauna, one has to contend with the large number of species that cling or attach themselves to the substrate when disturbed. In order to get the meiofauna to release their grip, there are three methodologies available.

The first, and simplest, is osmotic shock, which is achieved by submerging the sample in fresh water for a few seconds (this only works for marine samples). This will cause the organisms to release, after which they can be shaken free from the substrate and filtered out through a 45 μm mesh and immediately returned to fresh filtered seawater. Many organisms will come through this process unharmed as long as the osmotic shock does not last too long.

تتمثل الطريقة الثانية في استخدام مُخدِّر . المحلول الكيميائي المُفضَّل لدى علماء الأحياء الدقيقة القاعية هو كلوريد المغنيسيوم متساوي التوتر (7.5 غرام _من MgCl₂ ·6H₂O _لكل 100 مل من الماء المقطر). تُغمر العينة في المحلول متساوي التوتر وتُترك لمدة 15 دقيقة، وبعد ذلك تُرجّ الكائنات الدقيقة القاعية لفصلها عن الركيزة، ثم تُصفّى مرة أخرى من خلال شبكة بمسام 45 ميكرومتر، وتُعاد فورًا إلى مياه بحر مُرشَّحة جديدة.    

أما المنهجية الثالثة فهي تقنية أوليغ باستخدام جليد مياه البحر. ^{[ 3 ]} وتعتمد هذه التقنية على تحرك الكائنات الحية أمام جبهة من مياه البحر المتجمدة التي تتدفق لأسفل عبر العينة، مما يؤدي في النهاية إلى إخراجها من الرواسب. وتكون هذه التقنية أكثر فعالية مع العينات المأخوذة من المناطق المعتدلة والاستوائية.

في الدراسات الكبرى التي تُجمع فيها أعداد كبيرة من العينات في وقت واحد، تُثبّت العينات عادةً باستخدام محلول فورمالين بنسبة 10% ، ثم تُستخلص الكائنات الحية الدقيقة في وقت لاحق. توجد طريقتان رئيسيتان للاستخلاص. الأولى، وهي الترسيب ، تُناسب الرواسب الخشنة. تُرجّ العينات في كمية وفيرة من الماء، وتُترك الرواسب لفترة وجيزة لتترسب، ثم تُصفّى الكائنات الحية الدقيقة. أما الطريقة الثانية، وهي التعويم، فتُناسب الرواسب الدقيقة، حيث تكون كتلة جزيئات الرواسب قريبة من كتلة الكائنات الحية الدقيقة. يُعدّ محلول السيليكا الغروية لودوكس هو الأنسب لهذه الطريقة. تُحرّك العينة في محلول لودوكس وتُترك لتترسب لمدة 40  دقيقة، ثم تُصفّى الكائنات الحية الدقيقة. في الرواسب الدقيقة، يُمكن تحسين كفاءة الاستخلاص باستخدام جهاز الطرد المركزي . باستخدام كلتا المنهجيتين، يجب إجراء عمليات استخلاص متكررة (ثلاث مرات على الأقل) مع كل عينة لضمان استخلاص 95% على الأقل من الكائنات الحية الدقيقة.